D-手性肌醇（D-Chiro Inositol，DCI），白色粉末，易溶于水，微溶于乙醇、甲醇等有机溶剂，是肌醇9 种异构体[1]中具有旋光性的一种，也是维生素B8 的生物活性异构体[2]，以相对高的水平存在于荞麦种子、大豆等植物以及部分昆虫中[3]，多以甲基化或糖基化衍生物的形式存在，是荞麦糖醇的生物降解产物[4]；具有胰岛素增敏作用和促进肝脏脂肪代谢功能，能明显降低血糖含量，对糖尿病有显著治疗效果[5]。此外，DCI 还具有改善多囊卵巢综合征（Polycystic Ovarian Syndrome，PCOS）[6]、抗氧化、抗衰老、清除自由基等作用，具有良好的利用价值[7]。然而，目前DCI 以化学合成为主，转化步骤单一化，转化工艺复杂、成本高、副产物多。因此，如何能经济简便地从天然产物中高效分离提取和制备DCI 成为该领域的一个主攻方向。
苦荞麦，俗称苦荞[8]（Fɑgopyrum escu-Lentum Moench），属于蓼科（Polygonaceae）荞麦属（Fɑgopyrum）的双子叶作物[9]，也是一种高产[10]的粮药兼用珍贵作物资源[11]；富含多种营养成分，如生物类黄酮、优质蛋白质、不饱和脂肪酸、膳食纤维等[12]。同时，还含有肌醇类活性物质，特别是在植物资源中很难发现的DCI。研究表明，萌发处理能够降低荞麦植酸含量，提高磷、钙、铁、锌等矿质元素的吸收利用率；提升荞麦脂肪酸的营养价值，提高荞麦中γ-氨基丁酸（γ-Aminobutyric Acid，GABA）和DCI 含量[9]。荞麦籽粒经萌芽处理后，DCI 单体含量提高8 倍左右[13]，原因在于，苦荞麦种子萌芽以后，能够释放α-半乳糖苷酶（α-Galactosidase，α-Gal，ΕC 3.2.1.22），该酶可切断DCI 糖醇类衍生物中的糖苷键，释放单体物质，从而增加DCI 的含量[14]。然而，萌发过程中，光照、温度、湿度、pH 值等诸多因素对于DCI 含量有不同程度的影响，存在着巨大的不确定性，且周期较长。因此，本实验采用α-半乳糖苷酶[15]辅助超声法提取DCI 提高其产率，降低提取成本，缩短周期，提高降糖[16]活性。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
苦荞（Fɑgopyrum escu Lentum Moench）来源于四川凉山。
D-手性肌醇标准品（纯度≥98%）、α-淀粉酶（来源于米曲霉）、α-葡萄糖苷酶（来源于黑曲霉），上海源叶生物科技有限公司；α-半乳糖苷酶（来源于黑曲霉），北京博奥拓达科技有限公司；其他试剂均为国产分析纯。
1.2 仪器与设备
982S 紫外分光光度计、PHS-26 数显pH 计，上海精密仪器有限公司；KQ-300DΕ 数控超声波清洗器，昆明市超声仪器有限公司；RΕ-52A 旋转蒸发仪、SHB-3 真空泵循环水系统，上海亚荣生化仪器厂；FW100 高速万能粉碎机，天津市泰斯特仪器有限公司；TDL-5 离心机，上海科兴仪器有限公司；DK-512电热恒温水浴锅，上海森信试验仪器有限公司。
1.3 方法
1.3.1 DCI 标准曲线的绘制
参考胡园园等[11]的标准曲线制作方法，采用高碘酸钠氧化法测定DCI 含量，并对其稍做修改：称取适量的标准品DCI，配得终浓度为0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8、0.9 mmol/L 的DCI 水溶液，各取标样2 mL 分别加入4 mL，pH 值4.5 的醋酸钠缓冲液和1.2 mL，0.1 mmol/L 的高碘酸钠溶液；以2 mL 蒸馏水，4 mL pH 值4.5 的醋酸钠缓冲液和1.2 mL 0.1 mmol/L 的高碘酸钠溶液作为参比；于260 nm 测定吸光值。以吸光值为纵坐标，以DCI 的浓度为横坐标，绘制标准曲线。
1.3.2 半乳糖苷酶辅助超声波提取的工艺优化
苦荞中DCI 的提取：将一定量的苦荞籽粒原料置于60 ℃烘箱中烘干至恒重，以间歇式高速粉碎机粉碎，过80 目筛，样品袋封存于干燥器中放置备用。
准确称取粉末5.0 g 于烧杯中，按一定料液比加入蒸馏水，调节pH 值，加入半乳糖苷酶，常温下酶解，酶解后加入等体积的无水乙醇，然后置于50 ℃恒温水浴超声（功率为150 W）振荡提取0.5 h，3 000 r/min离心10 min，取上清液，测定其含量。单因素各水平请详见表1。
表1 单因素与水平设计
Table 1 Single factors and horizontal design
1.3.3 响应面优化设计
根据1.3.2 单因素的结果，以DCI 浓度为响应值，采用Box-Behnken 中心组合设计加酶量（A）、乙醇体积分数（B）、酶解温度（C）三因素三水平响应面分析试验。实验设计如表1。使用模型的ANOVA 和3D表面图来分析实验和预测数据以确定模型的准确性，以获得最佳提取过程和预测值的响应变量。水平设计如表2。
表2 响应面分析法因素与水平设计
Table 2 Response surface analysis factor and horizontal design
1.3.4 固相萃取小柱纯化（SPΕ）
（1）活化/调节/老化：用5 mL 去离子水/低离子强度缓冲溶液（0.001～0.01 mol/L）冲洗填料。
（2）上样：将样品加入到填充床上，以1～2 mL/min的速度推过填料。
（3）冲洗：所需样品被保留，则使用去离子水/低离子强度缓冲溶液将弱保留的干扰物冲洗下来。
（4）洗脱：使用5 mL 的高浓度盐溶液（0.1～0.5 mol/L）洗脱所需化合物或改变洗脱缓冲液的酸碱度，使得样品化合物不再离子化，收集样品用于分析。
本实验选用100 mg/mL的SPΕ阴阳离子小柱进行纯化，缓冲溶液分别为0.01 mol/L NaCl 和0.5 mol/L NaCl。
式中：
P——纯度，%；
N——稀释倍数；
c——DCI 浓度，mmol/L；
v——溶液体积，L；
m——干物质质量，g。
样品中DCI 含量计算公式：
式中：
X——样品中DCI 含量，g/100 g；
V——样品定容体积，V=2.00 mL；
C——从曲线上查出的样品溶液中待测物质浓度，mg/mL；
M——称取样品质量，g；
n——稀释倍数，n=1。
1.3.5 高效液相色谱法分析
将DCI 标品和纯化前后样品溶于φ=70%的乙腈水溶液中，使其浓度分别为0.18 mg/mL 和1.8 mg/mL，然后用水系0.22 μm 微孔滤膜过滤，取滤液备用。使用岛津公司HPLC 仪，过酰胺柱（4.6 mm i.d.×150 mm，5 μm），示差折光检测器测定，样品用φ=81%的乙腈溶液洗脱，进样量为20 μL，体积流量设置为1.0 mL/min，柱温为30 ℃，在波长为512 nm 下检测。
1.3.6 对α-淀粉酶的抑制率
参考文献[18]稍作修改，在试管中依次加入200 μL不同浓度纯化前后样品溶液和20 μL 20 U/mg α-淀粉酶溶液，于37 ℃恒温20 min，然后加入200 μL 0.5%淀粉溶液，37 ℃反应15 min，加入300 μL 3,5-二硝基水杨酸（3,5-Dinitrosalicylic Acid，DNS）溶液终止反应，沸水浴放置10 min，冷却，稀释后各取200 μL于96 孔板中，用酶标仪在540 nm 波长下测定吸光值。实验以DCI 标品为阳性对照，计算抑制率。
式中：
R1——对α-淀粉酶的抑制率，%；
A3——加样品及酶的样液在540 nm 波长下的吸光值；
A2——不加酶的样品空白对照在540 nm 波长下的吸光值；
A1——不加样品的空白对照在540 nm 波长下的吸光值。
1.3.7 对α-葡萄糖苷酶的抑制率
参考文献[19]适当调整，在96 孔板中依次加入100 μL 不同浓度纯化前后样品溶液和20 μL 0.125 U/mL α-葡萄糖苷酶溶液，于37 ℃恒温箱中放置20 min，然后加入20 μL 2.5 mmol/L 对硝基苯-α-D-葡萄糖吡喃苷溶液（4-Nitrophenyl-α-D-Glucopyranoside，PNPG）底物溶液，37 ℃温度下反应20 min 后，加入100 μL 0.2 mol/L Na2CO3溶液终止反应，用酶标仪在405 nm波长下测定吸光值。实验以DCI 标品为阳性对照，步骤同上，计算抑制率。
式中：
R2——对α-葡萄糖苷酶的抑制率，%；
A6——加样品及酶的样液在405 nm波长下的吸光值；
A5——不加酶的样品空白对照在405 nm波长下的吸光值；
A4——不加样品的空白对照在405 nm波长下的吸光值。
1.4 数据分析
所有实验数据均为3 次重复，实验结果以x±s 表示。采用Microsoft Office Εxcel 2007、Origin 11.0、Design-Εxpert 8.0.6.1、SPSS 21.0、Calcusyn Demo 软件进行数据处理工作。
2 结果与分析
2.1 单因素实验结果分析
2.1.1 pH 对DCI 浓度的影响
根据标准曲线回归方程：y=0.937 8x-0.056，R2=0.999 1，计算不同pH 值对DCI 浓度的影响，如图1。
图1 pH 值对DCI 浓度的影响
Fig.1 Effect of pH value on DCI concentration
α-半乳糖苷酶广泛存在于植物种子、果实、叶子和块茎中，在动物和微生物中也有分布，来源不同的酶具有不同的特性，如酶的最适pH 值、最适温度、动力学常数Km 等。从图1 可知，pH 值在3～6 时随着pH 值的增加，DCI 浓度呈上升趋势，在6～7 时呈下降趋势。pH 值6，DCI 浓度最大，为4.51 mmol/L。因此，选择pH 值为6 最佳。
2.1.2 酶解温度对DCI 浓度的影响
从图2 看出，酶解温度在20～30 ℃时，DCI 浓度随温度的升高而上升；而在30～60 ℃时，DCI 浓度随温度的升高而下降。本实验采用的α-半乳糖苷酶来自黑曲霉，属于糖苷水解酶，是催化α-半乳糖苷键水的一种外切糖苷酶，对温度和pH 值比较敏感，说明温度过高时可能破坏了α-半乳糖苷酶的活性，致使其无法发挥作用导致DCI 含量的降低。酶解温度在30 ℃时，DCI 浓度最大，为5.71 mmol/L。即在酶解温度为30 ℃时，提取效果最好。不同种类的α-半乳糖苷酶的最适温度也不同，细菌α-半乳糖苷酶嗜热性更好，如T.thermophilus HB27 α-半乳糖苷酶最适温度可达90 ℃；而真菌α-半乳糖苷酶最适温度一般不超过50 ℃[15]。本试验证实α-半乳糖苷酶提取DCI 的最适温度为30 ℃，此结果与“荞麦中D-手性肌醇分离提取与纯化研究”[19]一文中所确定的提取温度一致。
图2 酶解温度对DCI 浓度的影响
Fig.2 Effect of enzymatic temperatures on DCI concentration
2.1.3 酶解时间对DCI 浓度的影响
图3 表明，0.25～0.5 h 内随着酶解时间的延长，DCI 浓度升高，说明随着时间的延长，酶缓慢与底物接触，不断释放DCI 单体溶出；0.5 h，DCI 浓度达到最高值，证实酶充分与底物接触，酶解完全，DCI 单体完全溶出；时间再增加，DCI 浓度趋于平缓，可能是由于苦荞籽粒中的其他成分在水中溶出，改变了酶的最适条件（如pH 值等）；有研究表明，α-半乳糖苷酶活性在25～55 ℃的温度下能保持至少30 min[20]，时间过长酶可能失活。酶解0.5 h 可使DCI 浓度最大，时间较短效率较高。因此，选择0.5 h 作为最终确定的酶解时间。
图3 酶解时间对DCI 浓度的影响
Fig.3 Effect of enzymatic hydrolysis times on DCI concentration
2.1.4 加酶量对DCI 浓度的影响
酶浓度和底物浓度对酶促反应影响较大，图4 表示了1%～5%不同加酶量的DCI 浓度，随着加酶量的增加，DCI 浓度逐渐增加，加酶量在2%时DCI 浓度最大，为5.80 mmol/L，此时提取率最高；加酶量再升高，DCI 浓度无显著增加，表明2%的加酶量已经达到与底物的充分结合，酶过多达到3%～5%，DCI 的溶出并没有明显的增加。有研究显示[22]，用半乳糖苷酶酶解豆浆中的大豆寡糖，用量为1.23%，与此结果较为接近。故选择2%的加酶量最为合适。
图4 加酶量对DCI 浓度的影响
Fig.4 Effect of enzyme dosages on DCI concentration
2.1.5 料液比对DCI 浓度的影响
如图5 所示，在固体物料一定的情况下，随着提取溶剂的增多，提取率呈上升趋势，但上升趋势较为平缓；其中在1:30 的料液比条件下，DCI 的溶出基本已达极限，DCI 浓度基本稳定在5.75 mmol/L。与料液比为1:10 时的5.45 mmol/L 相比，差别不明显。结合图像、经济因素与实际应用考虑，选择1:10 的料液比提取DCI，与王立军等[22]选取的1:15 料液比提取条件相近。
图5 料液比对DCI 浓度的影响
Fig.5 Effect of solid-liquid ratio on DCI concentration
2.1.6 乙醇体积分数对DCI 浓度的影响
由图6 可知，在乙醇体积分数为30%～50%时，DCI 浓度随乙醇体积分数的升高而增大，在50%时达到最大值，为5.89 mmol/L，说明DCI 虽然易溶于水，但一定的乙醇体积分数会促进DCI 的提取；而在乙醇体积分数为50%～70%时，DCI 浓度有些许下降，说明过高的乙醇体积分数会阻碍了DCI 在水中的溶出。在卢丞文[19]的研究中也指出最佳乙醇体积分数为50%，因此，选用乙醇体积分数为50%的条件来提取DCI更为合理。
图6 乙醇体积分数对DCI 浓度的影响
Fig.6 Effect of ethanol concentration on DCI concentration
2.2 响应面结果分析
使用Design-Εxpert 8.0.6 软件进行响应面回归分析，拟合所得方程：
DCI 浓度=6.14-0.017A+0.14B-0.018C-0.007 034 AB-0.058AC+0.097BC-0.39A2-0.21B2-0.30C2，决定系数R2=0.8255，模型拟合较好，实验值与预测值比较接近。响应面实验设计及结果如表1。
表1 响应面试验设计及结果
Table 1 Response surface test design and results
表2 响应面试验方差分析
Table 2 Response surface test analysis of variance
注：P＜0.05 为显著，用“*”表示；P＜0.01 为极显著，用“**”表示。
从方差分析结果可以看出，F 值为3.68 即表明模型显著；当P＜0.01 时，效果非常显著；当P＜0.05时，效果显著。从表可以看出，A2、C2是重要的影响因素；信噪比为4.73＞4，说明此模型有足够强的响应信号；较正决定系数R2adj=0.601 2，表明该模型能够解释60.12%响应值的变化。失拟项用来表示所用模型与实验拟合的程度，即二者差异的程度。失拟项P=0.483 3＞0.05，对模型是有利的，无失拟因素存在，因此可用该回归方程代替试验真实点对实验结果进行分析。该模型拟合较好，可用于预测苦荞籽粒DCI 的提取工艺结果。通过检验Y 的回归系数，由显著性及F 值可知，各因素对DCI 浓度的影响顺序为：B（乙醇体积分数）＞C（酶解温度）＞A（加酶量）。
交互效应的强弱可以通过等高线的形状判断，椭圆表示两因素交互作用显著。图中响应面上标记的最高点即为最大值，说明在所选分析的因素水平范围内存在极值[22]。由图可知，加酶量、乙醇体积分数和酶解温度对DCI 浓度均有显著的影响。
图7a 中加酶量和乙醇体积分数对DCI 浓度的结果表明，随着加酶量的增加，DCI 浓度增大，这些酶能够充分将苦荞籽粒中DCI糖醇类衍生物中的糖苷键切断，释放单体物质，使DCI 的含量增加。当加酶量为2%时，DCI 浓度最高，此时酶的作用已达到饱和；随着加酶量提高到大于2%时，DCI 浓度降低，即提取率下降，表明2%的酶已经在DCI 糖醇类衍生物中充分发挥了作用，再增加酶的量反而会使其附着在苦荞籽粒粉末的表面，阻碍了DCI 的溶出。同时，乙醇体积分数也显示出同样的变化趋势。随着乙醇体积分数的增加，DCI 浓度先增加然后减小。
图7 因素交互作用对DCI 浓度的影响
Fig.7 Effect of factor interaction on DCI concentration
注：a 加酶量与乙醇体积分数等高线与交互作用；b 加酶量与酶解温度等高线与交互作用；c 乙醇体积分数与酶解温度等高线与交互作用。
图7b 表示了加酶量和酶解温度对DCI 浓度的影响，当加酶量恒定时，DCI 浓度随酶解温度的增加呈现出抛物线趋势。这是因为酶具有其最适温度，在过高或过低时都无法发挥酶的最大活力，使DCI 溶出减小，测得的浓度较低。而在酶解温度一定时，加酶量也显示出类似的抛物线趋势，加酶量在2%左右时的DCI 浓度最大。可以看出，此曲面图比较均衡，弧度较好，表明两者对于DCI 浓度的影响较为相近，且两者交互作用显著。
乙醇体积分数和酶解温度对DCI 浓度的影响（图7c）表明，酶解温度一定时，随着乙醇体积分数的增加，DCI 浓度先增加后减小，这是因为DCI 易溶于水，一定的乙醇体积分数有利于DCI 的溶出；但乙醇体积分数过高时，因为DCI 微溶于乙醇，反而会对DCI 溶解造成影响，导致测得的DCI 浓度降低。酶解温度对DCI浓度的影响相同，其他参数保持在零水平。
从回归模型中，响应面实验的最佳提取条件为：加酶量为2.12%，乙醇体积分数为47.80%，酶解温度为36.39 ℃。在此条件下计算的DCI 浓度为5.94 mmol/L。为了验证提取条件的可靠性，考虑实际操作，校正最佳工艺参数如下：加酶量为2.1%，乙醇体积分数为48%，酶解温度为36.4 ℃。在此条件下，保证料液比为1:10，酶解时提取溶剂为蒸馏水，酶解时间为0.5 h，3 次平行实验后，DCI 浓度分别为5.86、5.76、5.99 mmol/L。三次平行实验的平均值为5.87 mmol/L。实际含量与模型预测值的误差为1.01%。
2.3 固相萃取小柱纯化（SPΕ）
使用阴离子SPΕ小柱对苦荞中的DCI提取物进行纯化，将纯化液进行干燥，得到浅黄色固体。SAX 小柱纯化回收率为95%。运用高碘酸钠法测定其纯度，发现阴离子纯化样品纯度是粗提物样品的7.37 倍。
根据HPLC 标准系列数据（表3），得到相关性方程：S=222 062C-1 137（S 为峰面积），相关系数为0.999 9，由此相关性方程可得表4 的结果。
表3 HPLC 标准系列数据
Table 3 HPLC standard series data
表4 各样品含量
Table 4 Content of each sample
注：ND，即not detected，表示含量极低，超出仪器检测范围，可近似于未检出。
通过表4 结果显示，活性炭与SCX 小柱纯化后，DCI 几乎为零，即可说明这两种纯化方法不仅没有起到纯化作用，还使DCI 造成了损失，这两种方法运用于DCI 的纯化还有待考究。但是有其他文献显示活性炭柱纯化效果较好，方法类似然而结果不同的原因与活性炭状态、提取物纯化物的保存、还有溶解程度等等都有许多关系。另外，根据8a 图得知，DCI 的出峰时间为10 min。由此与图8b 对比并根据计算可以得出结论：通过SAX 小柱的纯化，纯度提升了80%，但总的来看，不论是粗提物还是纯化物，DCI 的含量都比较少，除苦荞中DCI 含量少的原因外，与提取方法和纯化方法都有影响，因此，从苦荞中提取DCI 的提取与纯化技术仍然有待研究。
图8 高效液相色谱图
Fig.8 High performance liquid chromatogram
注：a：DCI 质量浓度为8 mg/mL 的HPLC 图；b：SAX纯化物HPLC 图。
2.4 体外抗糖尿病活性测定结果分析
2.4.1 对α-淀粉酶的抑制率
通过检测样品对α-淀粉酶的抑制率来判断其抗糖尿病活性，其原理是：在α-淀粉酶存在下水解淀粉，体外测量α-淀粉酶活性，降低的蓝色强度表明酶诱导的淀粉水解成单糖[23]；若能抑制酶活性，则控制了体液内糖的含量。图9 表明，DCI 标品与纯化前后提取液均具有相同的趋势，随着溶液质量浓度的增大，α-淀粉酶的抑制率也逐渐增大，表明了α-淀粉酶的抑制率与质量浓度成正相关。同一溶液质量浓度下，DCI标品抑制活性最高，纯化后溶液次之，纯化前溶液最低，说明纯化效果较好。由表5 IC50值可以看出，样品纯化前后对α-淀粉酶活性没有显著性差异，但略低于DCI 标品。
图9 不同浓度DCI 标品及纯化前后溶液对α-淀粉酶抑制率的影响
Fig.9 Effects of different concentration DCI standards and solutions before and after purification on the inhibition rate of α-amylase
表5 抑制α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的IC50值
Table 5 Inhibition of α-amylase and α-glucosidase IC50 values(mg/mL)
2.4.2 对α-葡萄糖苷酶的抑制率
α-葡萄糖苷酶（ΕC 3.2.1.20）是水解淀粉和二糖以产生葡萄糖的关键酶。α-葡萄糖苷酶抑制剂已成为治疗多种疾病的目标，包括II 型糖尿病和肥胖症等。这种酶抑制剂有助于延缓糖的裂解，从而控制糖尿病患者和肥胖症患者的餐后血糖水平[24]。实验中，α-葡萄糖苷酶催化对硝基苯-α-D 吡喃半乳糖苷（PNPG）反应生成黄色对硝基苯酚（PNP），在405 nm 处有最大吸收光，溶液颜色随PNP 的含量增多逐渐颜色加深[25]。
图10 表明，α-葡萄糖苷酶的抑制率与质量浓度成正相关，即α-葡萄糖苷酶的抑制率随溶液质量浓度增大而增大。但与α-淀粉酶结果不同的是，此图中在同一溶液质量浓度下，DCI 标品的α-葡萄糖苷酶抑制率最低，说明苦荞籽粒的提取液中除了DCI 外，还有其他活性成分可能通过抑制α-葡萄糖苷酶的方式达到降血糖的功能，例如黄酮等[26]。溶液质量浓度小于1.2 mg/mL 时，相同浓度下纯化后的抑制率比纯化前的高；质量浓度在1.2～1.6 mg/mL 时，对α-葡萄糖苷酶的抑制活性相当；而质量浓度大于1.6 mg/mL 时，纯化前溶液比纯化后溶液抑制率大，质量浓度为2 mg/mL 时，纯化前溶液对α-葡萄糖苷酶的抑制活性高达95%，由表5 抑制α-葡萄糖苷酶的IC50值结果显示，纯化后抑制 α-葡萄糖苷酶的质量浓度为0.47 mg/mL 高于纯化前的0.68 mg/mL，纯化前后都优于DCI 标品。
图10 不同浓度DCI标品及纯化前后溶液对α-葡萄糖苷酶抑制率的影响
Fig.10 Effects of different concentration DCI standards and solutions before and after purification on the inhibition rate of α-glucosidase
3 结论
以苦荞籽粒为原料，采用α-半乳糖苷酶结合超声波方法可以有效的获得高浓度DCI，体外抗糖尿病实验表明，苦荞籽粒中的DCI提取物对α-淀粉酶及α-葡萄糖苷酶的活性均有一定的抑制作用，为DCI的提取以及降血糖的相关研究提供了一定的参考。主要结论总结如下：
（1）α-半乳糖苷酶辅助超声波法对于DCI 含量影响较大的三个因素为加酶量、乙醇体积分数以及酶解温度，且影响顺序为：乙醇体积分数＞酶解温度＞加酶量。最佳工艺条件为：加酶量为2.1%，乙醇体积分数为48%，酶解温度为36.4 ℃，料液比为1:10，酶解时提取溶剂为蒸馏水，酶解时间为0.5 h；在此条件下测得的DCI 浓度为5.87 mmol/L。证实酶法辅助超声提取活性成分可以有效切断DCI糖醇类衍生物中的糖苷键，释放单体物质，从而增加DCI 的含量。
（2）对于DCI 的纯化，活性炭、固相萃取离子小柱效果都不是特别好，但相比较而言，阴离子（SAX）固相萃取小柱纯化效果最好，能够将纯度提高80%。
（3）通过α-淀粉酶及α-葡萄糖苷酶体外降糖的实验，说明对酶的抑制率与DCI 浓度成正相关，并且从侧面表明了纯化效果显著；同时能够得出，苦荞籽粒的提取液中除了DCI 外，还有其他活性成分可能也具有降血糖的功能。
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